Préparation du patient

Avant le prélèvement sanguin, le patient ne devrait en règle générale pas avoir ingéré de nourriture pendant 10 à 12 heures, dans la mesure où la physiologie de l’espèce animale concernée le permet. À défaut, des résultats erronés sont à prévoir, notamment pour le cholestérol, le glucose et la TLI.
En outre, des paramètres tels que l’α-amylase, l’ALT, l’AST, la bilirubine, les protéines (protéines totales), les triglycérides, les acides biliaires sériques, l’urée, les leucocytes et le calcium peuvent être influencés.

Chez le cheval, les ruminants, les camélidés du Nouveau Monde ainsi que les petits mammifères, un jeûne prolongé n’est pas recommandé et les prélèvements sanguins à jeun ne sont pas usuels.
Pour certaines indications spécifiques (par ex. insuline et glucose pour l’exploration du syndrome métabolique équin), les chevaux ne devraient pas recevoir d’aliments concentrés, d’avoine ni avoir accès au pâturage durant les 4 à 6 heures précédant le prélèvement, mais peuvent continuer à consommer du foin.
Dans le cadre du diagnostic de l’insulinome, les furets ne devraient être à jeun que pendant 2 à 4 heures au maximum.

Il est recommandé d’informer le propriétaire de l’animal de l’influence de l’activité physique et/ou du stress sur les résultats des analyses sanguines. Les enzymes musculaires telles que la CK, la LDH et l’AST peuvent notamment être retrouvées en concentrations accrues dans le sérum après un effort physique. Des valeurs sériques élevées sont également attendues pour le glucose et le lactate.

Avant tout test allergologique, y compris les tests alimentaires, les corticostéroïdes doivent être arrêtés. Les délais d’arrêt suivants sont recommandés :
– Corticostéroïdes locaux/topiques : 2 à 4 semaines
– Corticostéroïdes oraux (par ex. prednisolone) : jusqu’à 8 semaines
– Préparations de cortisone retard (par ex. Voren®) : jusqu’à 3 mois

Si ces délais ne peuvent être respectés, des résultats faussement négatifs sont possibles. En cas de résultat positif, la classe de réaction doit être interprétée en tenant compte de l’administration préalable de cortisone.

Veuillez noter que d’autres médicaments antiprurigineux peuvent également avoir une influence négative sur les tests allergologiques. Notre équipe spécialisée en allergologie se tient volontiers à votre disposition pour tout conseil.

Les tests allergologiques doivent être réalisés pendant la saison ou à la fin de la saison, et au plus tôt un mois après l’apparition des symptômes, car un test effectué hors saison peut donner un résultat faussement négatif.

Quel échantillon ?

Le type de matériel requis pour l’examen souhaité (sang, sérum, plasma) est précisé dans les descriptions des prestations ou sur la demande d’analyse.
L’indication du type d’échantillon fait également partie de l’identification de l’échantillon.

 

Échantillons de sang total

Sang EDTA (EB)

Pour la réalisation d’un hémogramme chez les mammifères, le sang EDTA est le matériel le plus approprié (chez les oiseaux et les reptiles, le sang hépariné est à privilégier, voir ci-dessous).
Les cellules n’étant pas stables dans l’échantillon, les prélèvements EDTA destinés aux examens hématologiques ne doivent pas être âgés de plus de 48 heures.
Le sang total EDTA est également nécessaire pour l’analyse sérologique des groupes sanguins.

Pour la majorité des analyses PCR et des tests génétiques, le sang EDTA est requis.

Pour la détermination de certains paramètres tels que l’ACTHCPSE (prostate), le quotient normétanéphrine/métanéphrine, la protéine apparentée à la parathormone*, la taurine ou le pro-BNP, seul le plasma EDTA rapidement centrifugé et réfrigéré permet d’obtenir des valeurs fiables.

Sang hépariné (SH)

Des tubes au lithium-héparine (LiHep) sont disponibles pour l’obtention d’échantillons héparinés.

Chez les oiseaux et les reptiles, le sang au lithium-héparine doit être utilisé de manière systématique pour la réalisation d’un hémogramme.

Chez les petits mammifères, les reptiles et les oiseaux, les tubes au lithium-héparine sont particulièrement adaptés en raison des faibles volumes sanguins souvent disponibles, car ils permettent à la fois la réalisation de l’hémogramme à partir du sang total hépariné et la détermination des paramètres de biochimie clinique ainsi que de la T4 à partir du plasma hépariné.

Pour la PCR, le sang total au lithium-héparine ne doit être utilisé qu’à titre exceptionnel, car le lithium-héparine peut inhiber la PCR et entraîner des résultats faussement négatifs.

Sang citraté (SC)

Pour la détermination des paramètres de coagulation, seuls les tubes au citrate appropriés doivent être utilisés. Leur date de péremption ne doit pas être dépassée afin de garantir des résultats corrects.
Un rapport de mélange exact de 1:10 (1 part de citrate + 9 parts de sang) est indispensable.

Pour la réalisation correcte des tests de fonction plaquettaire, le sang total citraté est requis.

Sang au fluorure de sodium (NaF)

Le fluorure de sodium inhibe les activités enzymatiques responsables de la dégradation de certains paramètres. Il doit être utilisé pour la détermination correcte du glucose ou du lactate.

Le niveau de remplissage des tubes au fluorure de sodium doit également être respecté.
Chez les petits mammifères, compte tenu des faibles volumes attendus, l’envoi de sérum (centrifugé et séparé après 30 minutes) ou de plasma (immédiatement centrifugé) est également possible.

 

Plasma

Prélèvement dans des tubes contenant un anticoagulant (héparine, EDTA, citrate).

Volume de remplissage : les tubes doivent être remplis exactement jusqu’au repère. Des volumes insuffisants ou excessifs peuvent entraîner des résultats erronés.

La centrifugation peut être réalisée immédiatement après le prélèvement (10 min, 2000 g).
Le surnageant est ensuite pipeté et transféré dans un récipient non traité, lequel doit être étiqueté avec l’indication du type de matériau ou muni d’un code-barres approprié.

Attention : les additifs limitent les possibilités analytiques.

Le plasma hépariné (PH) est requis pour de nombreuses analyses de biochimie clinique. Le PH ne peut pas être utilisé pour les tests d’agglutination.

L’obtention de plasma EDTA (PE) pour des paramètres de biochimie clinique et/ou sérologiques ne doit avoir lieu qu’à titre exceptionnel, car l’EDTA peut interférer avec la mesure de certains paramètres tels que le calcium, le magnésium et la phosphatase alcaline par divers mécanismes.
De plus, le potassium ne peut pas être déterminé à partir de plasma EDTA, l’EDTA étant ajouté sous forme de sel potassique (K-EDTA).

Certains paramètres de coagulation ne peuvent être analysés qu’à partir de plasma citraté (PC). Les tests de fonction plaquettaire ne peuvent pas être réalisés à partir de plasma citraté centrifugé.

 

Sérum

Prélèvement dans des tubes sans anticoagulant.

Laisser reposer 30 à 60 minutes, puis centrifuger 10 minutes à 2000 g.
Pipeter le surnageant, le transférer dans un récipient non traité et étiqueter ce dernier.

Pour la détermination correcte de certains paramètres, seul le sérum doit être utilisé (voir la description détaillée des paramètres concernés).

L’envoi d’échantillons non centrifugés ne doit être effectué qu’à titre exceptionnel (par ex. volume d’échantillon très faible), car le transport peut entraîner une lyse cellulaire et, par conséquent, un sérum hémolysé.

 

An overview of the different tubes can be found in here.

Facteurs interférents lors
de l’analyse

Hémolyse

L’hémolyse correspond à la libération de substances intra-érythrocytaires suite à une altération de la membrane cellulaire. Outre le phosphate, le fer et le potassium, l’hémoglobine est le principal constituant concerné.
La coloration rouge du sérum ou du plasma due à l’hémoglobine pose principalement des problèmes lors des tests photométriques en biochimie clinique.

Lipémie

La lipémie se caractérise par une opalescence laiteuse du sérum ou du plasma due aux triglycérides. Elle est le plus souvent liée à l’alimentation ou au stress.
La lipémie peut également survenir dans le cadre de maladies endocriniennes telles que le syndrome de Cushing ou l’hypothyroïdie.

Dans les échantillons lipémiques, la mesure de certains paramètres cliniques, tels que la bilirubine, est souvent rendue difficile.

Ictère

L’ictère correspond à une coloration jaunâtre du sérum ou du plasma. L’accumulation excessive de bilirubine, à l’origine de cette coloration, est généralement d’origine pathologique et non modifiable.
En cas d’ictère très marqué, certains paramètres peuvent être influencés.

Chez le cheval, la coloration jaune est physiologique.

Facteur perturbateur Paramètre Niveau
Hémolyse LDH, HBDH, CK, AST, bilirubin, creatinine, PO4, K, Fe, fructosamines elevé
Hémolyse Ca, glucose, Mg réduit
Lipémie ALT, AST, GLDH, γ-GT, AP, bilirubin, creatinine, haemoglobin réduit
Lipémie amylase, Na, CI, K réduit

 

Médecine Parameter Level
Pénicilline G K elevé
Tétracyclines PO4 elevé
Tétracyclines K réduit
Salicylates CK, AP, glucose, Na, total protein elevé
Salicylates K, Ca réduit
Corticostéroïdes CK, AP, glucose, Na, total protein elevé
Corticostéroïdes K, Ca réduit
Phénylbutazone Ca, Na elevé
Barbituriques CK elevé
Anesthésie par halotane CK, PO4 elevé
Perfusion de glucose glucose elevé
Perfusion de glucose PO4 réduit

Particularités

Hémogrammes
  • Sang EDTA ou lithium-héparine
  • Lors du prélèvement, jeter si possible les 0,5 premiers ml de sang, car ils contiennent une concentration plus élevée de facteurs de coagulation, ou prélever d’abord un échantillon de sérum
  • Laisser le sang s’écouler lentement le long de la paroi du tube
  • Respecter le volume de remplissage : remplir si possible jusqu’au repère ; un sous-remplissage peut modifier la morphologie cellulaire, un sur-remplissage peut entraîner une coagulation
  • Après le prélèvement, mélanger délicatement le tube par retournements, ne pas agiter
  • En cas de demande d’analyses hématologiques, un frottis sanguin doit toujours être joint au sang total
  • Ne pas conserver les frottis sanguins au réfrigérateur ni à proximité de formol
  • En hiver, protéger contre le gel ; en été, un refroidissement peut être nécessaire
  • Des valeurs interprétables ne sont obtenues que pour des échantillons âgés de moins de 48 heures
  • Tutoriel pour la réalisation d’un frottis sanguin : voir les tutoriels vidéo
Biochimie clinique à partir de sérum ou de plasma hépariné

Une centrifugation rapide permet d’obtenir de meilleurs résultats analytiques en réduisant le risque d’hémolyse liée au transport.
Le sérum doit toutefois reposer au moins 30 minutes afin de garantir une coagulation complète.

Les échantillons de sérum peuvent également être envoyés congelés ; ils arrivent alors réfrigérés au laboratoire. Les cycles répétés de congélation/décongélation doivent toutefois être évités impérativement.

Dosage du glucose et du lactate
  • Possible uniquement à partir de sang au fluorure de sodium ou à l’oxalate de sodium, ou de sérum centrifugé rapidement
    • Volume de remplissage : remplir le tube exactement jusqu’au repère. Si la quantité est trop faible ou trop importante, les résultats peuvent être incorrects.
Paramètres de coagulation
  • La détermination est réalisée à partir de plasma au citrate de sodium, obtenu à partir de sang citraté avec un rapport de mélange de 1:10 (1 part de citrate + 9 parts de sang). La centrifugation doit être effectuée rapidement (< 1 heure) au cabinet. Pour l’analyse de l’antigène du facteur von Willebrand, la centrifugation doit impérativement être réalisée immédiatement après le prélèvement. Pour plus d’informations, voir également la section « Quel échantillon ? » – « Plasma ».
    • Lors de l’utilisation de tubes commerciaux pré-dosés en citrate, la date de péremption doit être vérifiée avant le prélèvement ; les tubes périmés ne doivent pas être utilisés, sous peine de résultats faussés. Le niveau de remplissage doit être respecté avec précision (repère sur le tube).
    • En l’absence de tubes commerciaux, une solution de citrate de sodium à 3,13 % peut être préchargée dans une seringue.
    • Aucune aiguille ni cathéter héparinisé ne doit être utilisé.
Prélèvement pour la cytologie de la moelle osseuse
  • Pour la réalisation des frottis cytologiques, le matériel issu de la première ponction doit être utilisé (afin d’éviter une contamination par le sang périphérique).
    • La seringue utilisée pour la ponction doit contenir un anticoagulant. Au plus tard immédiatement après la ponction, l’aspirat doit être transféré dans un tube EDTA, lithium-héparine ou citrate, puis mélangé soigneusement afin d’éviter la formation de caillots.
    • Pour la réalisation d’un frottis, l’aspirat est déposé dans une boîte de Petri et délicatement agité afin de repérer les fragments de moelle osseuse.
    • Les fragments sont déposés individuellement sur des lames porte-objets et étalés avec précaution afin d’obtenir une monocouche.
    • Le reste de l’aspirat est ensuite replacé dans le tube (prétraité avec le même anticoagulant) et envoyé au laboratoire.
    • En complément, un tube de sang périphérique est prélevé, un frottis sanguin est réalisé, et les deux sont également envoyés au laboratoire.
Matériel d’échantillonnage
  • Deux échantillons du même type de matériau sont requis en cas de demande de plusieurs analyses lorsque l’une d’entre elles nécessite une congélation ou une exclusion de l’air et qu’il s’agit simultanément d’une analyse réalisée par un laboratoire partenaire (marquée d’un *).
    Ainsi, par exemple, en cas de demande de calcium ionisé* (emballage hermétique et analyse réalisée par un laboratoire partenaire) et d’un autre paramètre à partir de sérum, deux échantillons de sérum doivent être envoyés, car l’un des échantillons est transmis au laboratoire partenaire sans être ouvert.